星耀会
范文一：实验报告：出血时间和凝血时间的测定
出血时间和凝血时间的测定
【目的和原理】
学习出血时间、凝血时间的测定方法。出血时间（bleeding time）是指从小血管破损出血起至自行停止出血所需的时间，实际是测量微小血管口封闭所需时间。出血时间的长短与小血管的收缩，血小板的粘着、聚集、释放以及收缩等功能有关。出血时间测定，可检查生理止血过程是否正常及血小板的数量和功能状态。凝血时间（clotting time）是指血液流出血管到出现纤维蛋白细丝所需的时间，测定凝血时间主要反映有无凝血因子缺乏或减少。
【实验材料】
【实验步骤】
1.出血时间的测定 以75%酒精棉球消毒耳垂或末节指端后，用消毒后的采血针快速刺入
出的血液，使滤纸上的血点依次排列，直到无血液流出为止，记下开始出血至停止出血的时间，或以滤纸条上血点数除以2即为出血时间。正常人约为1～4min。 2.凝血时间的测定 操作同上，刺破耳垂或指端后，用玻片接下自然流出的第一滴血，立即记下时间，然后每隔30s用针尖挑血一次，直至挑起细纤维血丝止。从开始流血到挑起细纤维血丝的时间即为凝血时间。正常人约为2～8min。
【注意事项】
1.采血针应锐利，让血自然流出，不可挤压。刺入深度要适宜，如果过深，组织受损过重，反而会使凝血时间缩短。
2.针尖挑血，应朝向一个方向横穿直挑，勿多方向挑动和挑动次数过多，以免破坏纤维蛋白网状结构，造成不凝血假象。
坐骨神经-腓肠肌标本制备
一、学习目的
1、学习蛙类动物单毁髓与双毁髓的方法。
2、学习并掌握蛙类（蟾蜍）坐骨神经—腓肠肌标本的制备方法
二、动物与器材
蛙或蟾蜍、蛙类手术器械、蜡盘、蛙板、固定针、锌铜弓、培养皿或不锈钢盘、滴管、纱布、粗棉线、任氏液
三、方法与步骤
1、破坏蛙脑脊髓
2、剪断脊柱、剪除腹壁和内脏
3、玻璃皮肤
4、分离坐骨神经
5、完成标本制备
范文二：动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术
实习日期：2007—11—13
一 目的和要求：
通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除 给药途径 麻醉 采血和处死等方法。
二 实习内容：
1 实验动物的抓取
2 实验动物性别的鉴定
3 实验动物编号的标记方法
4实验动物被毛的去除
5 实验动物的给药途径和方法
6 实验动物的麻醉
7实验动物的采血
8 实验动物的处死方法
9 解剖
三 实验的方法
1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。
2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。
3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。
4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。
5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。
6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。
7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。
8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。
9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏 胃 脾 肾 输尿管 姨 小肠 大肠 膀胱 前列腺 性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏 心脏 胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。
四 讨论和结论：
通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除 给药途径 麻醉 采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。
试验报告（三）
一、试验目的：1。掌握豚鼠、兔、狗的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、编号、性别鉴定、给药、麻醉、采血、处死的方法。
2．兔子的抓取和固定、被毛的去除、性别的鉴定、给药、采血和处死的方法。
3．犬的抓取和固定、采血的方法。
二、试验对象：豚鼠，兔，犬。
三、试验步骤：（一）：豚鼠：
1． 抓取和固定：先用手掌抓住背部，将手张开，用拇指和食指握住颈部，
再拿起来。
2． 编号：同大鼠。
3． 性别鉴定：雄性生殖孔呈圆形，雌性生殖孔呈椭圆形。
4． 给药、麻醉、采血（无尾静脉采血）、处死同大鼠。
（二）：兔：
1．抓取和固定：当兔子安静下来时，用右手抓住颈部的被毛与皮肤，提起兔，然后用左手托住其臀部，兔身的重量大部分落在手上。
2．被毛的去除：多采用剪毛法。剪毛部位事先用纱布蘸生理盐水予以湿润，用弯头手术剪紧贴其皮肤依次将所需部位的被毛剪去。
3．性别的鉴定：将生殖器附近的皮肤拔开，雄性可见一圆形孔，里面露出阴茎；雌性此处为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形间隙，下端有阴道开口处。
4．给药：(1) 经口灌胃法：灌胃时用一木制的张口器（纺锤状，正中开小孔）横放于上下鄂之间，用绳固定。这时用左手抓住其嘴，右手将一细导尿管由张口器中央小孔插入，进入食管和胃。经导尿管缓慢注入5ml生理盐水。
（2）耳缘静脉注射法：剪去耳缘部被毛，酒精擦拭并轻弹欲注射部位，促进静脉充盈。然后以左手拇指和食指压住耳根部，右手持注射器，顺血管方向刺入静脉，进针1cm，有血液回流后注入生理盐水2ml。
5．采血：（1）经耳缘静脉采血：进针方法同耳缘静脉注射法。
（2）耳动脉切割采血：剪去耳动脉表面被毛，酒精消毒皮肤。于耳动脉尖端处划破动脉并采血。
（3）心脏采血：剪去心前区被毛，选取左侧心脏搏动最明显的肋间靠近胸骨缘为穿刺点（由剑肋角由下往上左侧第三肋间处）。消毒皮肤，左手固定，右手持连有七号针头的注射器与穿刺点垂直进针。顺利回抽到血液后即可采血。
6．处死：空气栓塞法：同心脏采血法进针到心脏后注入20ml空气。
（三）：犬：
1．抓取与固定：毕格犬抓取容易。固定也相对容易。捆绑犬时先绑扎犬嘴。绑扎方法：用绷带从下颌绕到上颌打一结。然后绕向下颌再打一结，最后将蹦带牵引到 头后，在颈顶上打第三个结。在这个结上在打一个活结。
2．采血：（1）桡侧静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。用胶皮管绑住其前肢，使静脉充盈。试验者左手托住其前肢，右手持连有7号针头的注射器刺入内侧面皮下的桡侧静脉。进针1cm后回抽见血，即可采血。
（2）小隐静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。试验者左手托住其后肢，右手持连有7号针头的注射器刺入皮下的小隐静脉。进针1cm后回抽见血，即可采血。
四、试验总结：兔的心脏采血相对难掌握进针点。
范文三：动物实验报告
实验动物学实验报告
学 院:
学 号:
姓 名
时 间:
实验一:小鼠实验
一、实验目的
1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法;
2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法;
3、掌握小鼠的标记方法;
4、掌握小鼠的基本采血技术;
5、掌握小鼠的常用给药方法;
6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;
二、实验材料
1、实验动物:每组两只雌鼠，两只雄鼠;
2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛; 三、实验内容及方法
1、小鼠的抓取和固定
抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别
雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法
1)耳孔法
用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2)剪趾法
适用于出生一周以内新生仔鼠;
3)染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血
1)剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45?温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6,液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2,0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
2)眼眶后静脉丛取血
当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血)，右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2,3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2,0.3ml。
3)心脏取血
动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在
左侧第3,4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4,5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点:要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺;要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 5、小鼠的常用给药方法
1)经口给药:小鼠灌胃
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml; 2)皮下注射给药
皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3)肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓 住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90?角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。
4)腹腔注射给药
左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使 注射针头与皮肤呈45?角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5)尾静脉注射给药
鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45,50?的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行(小于30?)，从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把 尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。动进入注射器。
6、小鼠的解剖
将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察
1)肺:分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2)心脏:呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。
3)肝:附于隔上，呈暗褐色，分5叶。
4)胃:分贲门、幽门、胃底及胃体。
5)肠:分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6)脾:脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。
7)胰:在十二指肠附近，呈粉红色。
8)肾:右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9)卵巢和子宫:卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。小鼠为双角子宫，为Y字形。
10)睾丸:小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
实验二:大鼠实验
一、实验目的
1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法;
2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法;
3、掌握大鼠的标记方法;
4、掌握大鼠的基本采血技术(尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血); 5、掌握大鼠的常用给药方法(灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉);
6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;
二、实验材料
1、实验动物:每组SD大鼠2只(1雌1雄);
2、实验器械及试剂:鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水;
三、实验内容及步骤
1. 抓取和固定
右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2. 性别鉴定
成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性:距离长，毛发密(和其他部位一样)，雌性:距离短，毛发稀疏。
3. 给药
1)灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。若感到巨大阻力或动
物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml;(若药物灌入肺中，大鼠死亡)。
2)腹腔注射:左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3)尾静脉注射:鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45,50?的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行(小于30?)，从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。(切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象)。
4)皮下注射:将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5)皮内注射:小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。
4. 麻醉:
抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式(按10%水合氯醛2ml/kg的用量)将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。 5. 釆血
1)尾静脉采血
先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45,50?的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行(小于30?)，从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。
2)心脏釆血:将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置(为搏动为剧烈处)。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。(每次采血量可达2~3ml)。
3)腹主动脉采血:将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后(腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱)，右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml，采样过程迅速。
6. 大鼠解剖;
将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上，仰位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察:
1)肺:分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2)心脏:呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。(乳白色胸腺附于主动脉弓前部)。
3)肝:紧邻隔下，呈暗褐色，分7叶，无胆囊。
4)胃:分贲门、幽门、胃底及胃体。
5)肠:分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6)脾:脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。
7)胰:在十二指肠附近，不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。
8)肾:为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺(米粒大小)，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9)卵巢和子宫:在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“V”字形，经阴道开口于体外。
10)睾丸:小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
11)颌下腺:打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。
实验三:豚鼠、家兔的基本实验操作 一、实验目的
通过实际操作，掌握豚鼠和家兔的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖;家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖，了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。
二、实验材料
1、实验动物:豚鼠1只(雌性)、家兔1只(雄性)
2、实验器械及试剂:鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、 三、实验步骤
1、豚鼠的抓取和固定
豚鼠的抓取和固定:左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功，注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。
2、豚鼠性别鉴定
将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上，用手按压豚鼠的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性豚鼠可观察到阴茎，雌性豚鼠可观察到会阴部。 3、豚鼠麻醉
左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上，右手持针，于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂(按10%水合氯醛4ml/kg的用量，豚鼠体重260g，故需注射1.1ml10%水合氯醛)。将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内，等待几分钟后观
察豚鼠反应。若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡。
4、豚鼠心脏釆血
将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置(为搏动为剧烈处，通常在胸骨左缘)。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。(每次采血量可达4~5ml)。 5、豚鼠解剖
将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒。 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察:1)肺:共七叶，右肺四叶，左肺三叶;
2)心脏:呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。(乳白色胸腺附于主动脉弓前部);
3)肝:紧邻隔下，呈暗红色，分四个主叶和四个小叶，可见一光亮的胆囊附着于肝下;
4)胃:分两部，贲门部和幽门部，胃容量约20-30g;
5)肠:分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠，大肠包括结肠、盲肠和直肠。盲肠特别发达，占腹腔容积的1/3，占体重的15%;
6)脾:脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状;
7)胰:一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，不规则状且呈粉红色;
8)肾:为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺(米粒大小)，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧;
9)卵巢和子宫:在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形
成“V”字形，经阴道开口于体外。
6、家兔的抓取和固定
自笼内取出时，用手抓住家兔颈部被毛与皮肤，另一手托住其臀部，将其中心承托在掌上。切忌强提兔耳或某一肢体。用兔盒将家兔的头部及四肢固定，使其头部无法向后缩即为固定成功。
7、家兔的性别鉴定
家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定。将家兔抓取后使其腹面朝上，用手按压家兔的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性家兔可观察到阴茎，雌性家兔可观察到会阴部。
8、家兔耳缘静脉采血
用兔盒固定家兔后，先拔去耳缘静脉注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳使静脉充盈。或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持5ml注射器从远端刺入，然后移动左手拇指固定针头，回抽注射器，若有血液进去注射器即为采血成功，继续缓慢采血。一次最多可采5ml。
9、家兔灌胃给药
兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳，用棉绳固定家兔开口，将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。插入约导尿管的2/3的位置。回抽针管，观察到无气体进去针管后注射药物。灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳。 10、家兔麻醉
以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，回抽针管后若有回血，则可将适量麻醉剂(按10%水合氯醛4ml/kg的用量)。将适量的麻醉剂注射入家兔体内，等待几分钟后观察家兔反应。若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功。 11、家兔处死(空气栓塞法)
以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，向耳缘静脉中注入一定量的空气(5ml即可)，使之发生空气栓塞而致死。观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散。
12、家兔解剖
将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、
胸部和腹部。用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿。 用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔打开，仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察:1)肺:共七叶，右肺四叶，左肺三叶。胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部，互不相通。
2)心脏:呈圆锥状，位于近胸骨端，由左心房、左心室、右心房、右心室组成。
3)肝:紧邻隔下，呈暗红色，可见一墨绿色的胆囊附着于肝下。
4)胃:分两部，贲门部和幽门部。
5)肠:分小肠和大肠，其总长度为体长的10倍。盲肠非常大，长约0.5米。在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁，呈圆形，为圆小囊。
6)脾:脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。
7)胰:一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，为分布零散而不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。
8)肾:为扁豆大小，右肾比左肾位置稍高 ，肾脏前方有肾上腺(米粒大小)，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9)雄兔睾丸下降到阴囊，两侧阴囊为乳白色。
实验四:孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和
睾丸切除手术技巧操作
一、实验目的
1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧，要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理;
2、掌握尾尾直皮的操作方法;
3、通过实际操作，了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途; 二、实验材料
1、实验动物:试验用孕鼠、清洁级小鼠(雌雄各一只);
2、实验器械与试剂:鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球;
三、实验内容
1、小鼠的睾丸切除手术
小鼠常规麻醉，采用俯仰卧位，置于固定台上。尿道口上5mm处脱毛，常规消毒。在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔。进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织。将脂肪组织拉至腹腔，分离附睾并结扎相关血管，即可切除睾丸。将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。 2、小鼠卵巢切除手术
小鼠卵巢切除术多采用背部切口。小鼠常规麻醉，采用俯卧或侧卧位，置于固定台上，以肋下0.5cm，脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛，常规消毒，切口约0.5cm，切开皮肤，一边扩张一边钝性分离，用眼科镊夹住创口看到的肌层，在离脊柱肋下剪开腰肌，长约0.5切口，立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角，用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口，在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎，结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角，将卵巢摘除，检查有无出血，把脂肪组织推回腹腔内，将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。背部切口创伤小，直观，视野清楚，易操作，不需牵拉其它脏器，手术时
间短。
3、近交系小鼠皮肤移植实验
尾尾植皮法是在一组近郊系内，将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部。此方法一个可以同时做几只，省时间。而且有自体移植，可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应，还是手术失败造成的。麻醉动物，用75%的酒精棉球，消毒动物的尾部以及手术者的双手，随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根，拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部。右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮，刀口深度应露出白色的健，但又不割坏血管。这样即提供了一块供体植皮，又得到一处受体植床。取下皮片后，将皮片手术刀从右手方向转到左手方向，这样皮片也就旋转了180度，使皮片上的毛与尾部的毛长向相反，然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上，用滤纸轻轻地来回按几下皮片，使其尽可能紧贴在上面，本次实验由于时间限制，不进行结果观察。
4、孕鼠剖腹取胎实验
1)以颈椎脱臼法将孕鼠处死后，取仰卧位固定小鼠于动物固定板上，暴露腹部手术部位进行酒精消毒;(注意处死动作要快，勿用力按压腹部，防止胎儿受损。) 2)用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜，暴露子宫，用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带，剪断后取出子宫。取下子宫用盐水冲洗下，剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出。
3)用棉球擦拭幼鼠，轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸，待新生鼠呼吸，血循环正常后，以止血钳扎断脐带。
4)本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠。新生小鼠体表无毛，皮肤红润，眼闭，胸前有一个深红色胎盘附于其上，体表略湿。
实验五 大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验 一、实验目的
通过实际操作，掌握大鼠阴道涂片的制作方法及性周期的观察;强化实验动物疾病模型的基本概念，掌握诱发性急性肺水肿动物模型的建立方法，观察肺脏的病理变化;通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种的流程及操作技巧，金黄地鼠的颊囊及比格犬的年龄判断、前肢背桡外侧静脉和后肢侧皮下小静脉的采血操作。 二、实验材料
1. 实验动物:SD大鼠，裸鼠，金黄地鼠，比格犬;
2. 实验材料:毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、846合剂、手术剪、手术镊、2ml注射器、5ml注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡皮绑带、显微镜。
三、实验内容
1. 大鼠阴道涂片及性周期观察
2. 大鼠急性肺水肿模型的建立
3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验
4. 比格犬年龄判断
5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血
6. 金黄地鼠颊囊的观察
四、实验方法与步骤
1. 大鼠阴道涂片及性周期观察
哺乳类动物在性成熟后出现动情周期变化，其中啮齿类动物在动情周期不同阶段引导粘膜发生比较典型的变化。因此可将阴道分泌物涂片染色，根据图片的细胞学改变来鉴别性周期的不同阶段。
左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，以充分暴露雌鼠阴道。用滴管吸生理盐水1-2滴，然后插入大鼠阴道深部反复冲洗，吸出洗液滴一滴涂于载玻片上，用酒
精将片子烘干，吸阴道分泌物时，要反复冲洗4-5次，确保吸到阴道分泌物。用吉姆萨染液染色20min，水洗，在显微镜下观察。显微镜下看到大量角化细胞，没有找到明显有核细胞和分叶细胞，可能是烘干片子时细胞结构被破坏。 实验中观察到聚集的有核细胞，无核细胞均有，且细胞量少，估计该大鼠处于发情间期。
2. 大鼠急性肺水肿模型的建立
称取大鼠重量。左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，腹腔注射0.6mL 8%氯化铵溶液(雌性:7-8mL/kg，雄性:9-11mL/kg)，观察大鼠一般情况与呼吸状况，存活时间。实验中见2-3分钟后大鼠出现轻微抽搐，5-6分钟后突然倒下，全身僵直，剧烈抽搐，持续1-2分钟后死亡。
大鼠死亡后进行解剖，打开胸腔，找到两侧肺组织，剪断气管，取出双肺。实验中观察到双肺明显肿胀，颜色变深，布满暗红色纹理，严重红细胞浸润。 3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验
采用细胞悬液接种法。注射器吸取适量细胞悬液注射与裸鼠皮下，部位看实验要求而定，一般在腋下或背部皮肤，每个接种部位注射0.1-0.2mL。将培养的细胞收集跳刀适宜浓度重悬于不含血清的培养液或PBS中，直接注射即可。裸小鼠较脆弱，注意操作温柔，切勿用力，避免裸鼠死亡。
4. 比格犬年龄判断及前、后肢采血实验
判断狗的年龄，主要依靠狗牙齿的磨损和脱落情况。狗出生后十几天即生出乳齿，两个月后开始由门齿、犬齿、臼齿逐渐换为恒齿，六个月门齿长齐，8-10个月恒齿换齐，但需要1岁半以后牙齿才能生长坚实，年龄越大，牙齿磨损更严重，且颜色变深。实验所用比格犬思科门齿基本长齐，犬牙较尖较细，估计年龄为接近六月龄。
5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血
一人抓比格犬颈部皮肤固定头部，另一人吸取狗麻醉剂846合剂，注射在其臀部。待狗较为萎靡时，用纱布固定其嘴部，纱布将比格犬嘴部紧密缠绕两圈后系于而后头部，以免被咬伤，比格犬性情温顺，若对比较狂躁、性情不温顺的犬必须固定嘴部。
前肢背桡外侧静脉位于前脚爪的上方外侧正前位，用橡皮绑带绑在比格犬前置上部，找到内侧皮下静脉，右手用6号或7号针头迅速刺穿静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血，以无气泡为宜，抽血失败时从远心端向近心端扎针。后肢外侧小静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走，将胶皮带绑在狗股部，将抽血部位毛剪去，酒精消毒皮肤，找到静脉采血即可。一只狗一般采10-20ml血并不困难。
6. 金黄地鼠颊囊的观察
一般情况下地鼠不咬人，当感受到地鼠呼气时则需小心，可能会咬人。地鼠皮肤很松弛，若仅抓少量皮肤，地鼠可能翻过来咬人。抓取时可用手指一起呈杯状伸到笼内，把地鼠揪出，另一手将其围在球型掌内，抓住颈部和肩胛部的大部分松软皮肤将其固定住。用镊子轻轻拨开地鼠的嘴观察到口腔内有一凹进去的槽即为颊囊。
范文四：动物实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作
一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固
定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器
4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤
1、抓取和固定
1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部
1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇
指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定
2、 性别鉴定：
2.1抓取和固定小鼠
2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其 他部
位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药
3.1 灌胃法
3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液 吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，
再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，
此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作
3.2 注射给药
3.2.1皮下注射
3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，
3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注
射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位
3.2.1.3用大鼠重复同样操作
3.2.2腹腔注射
3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，
3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45 角
斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
3.2.2.3用大鼠重复同样操作
3.2.3尾静脉注射
3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，
3.2.3.2用 75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，
3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手 持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。
3.2.3.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔
针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
3.2.3.4用大鼠重复同样操作
4取血
4.1内眦取血：
4.1.1左手固定小鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血。
4.1.2右手持毛细采血管，以 45 度从内眼刺入，并向下旋转，感觉刺入血管后，再向
外边退边吸，使血液顺承血管自由流入小管中，
4.1.3当得到0.5ml 血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血
4.1.4用大鼠重复同样操作
五、实验讨论
1、小鼠抓取的感受： 小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大
鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可) 。
如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法
2、小鼠尾静脉注射感受：
2.1尾静脉注射时，可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭， 可使血管扩张，同时也可软化表皮角质。
2.2如反复注入，应尽可能从尾末端开始，以后向尾根部方向移动注射先远后尽，不要
一开始就从尾根部，失败了无法选取注射部位；再次，进血管后注意保持稳定，针尖很容易
刺穿血管的。
2.3尾静脉就在尾巴的正左右两边，先用酒精用力擦，可以去掉部分角质，然后按住近
心端让充血，就很容易看到了。
3.灌胃
3.1针头插入食道过程中，若动物挣扎厉害，应退出后灌胃针，待动物安静后重新插入。
切不可强行插入，以免损伤食道或误入气管导致动物死亡。
3.2当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压说
明灌胃针未插入气管，此时可将药液灌入。篇二：动物实验报告 动物实验（小鼠）的一般操作技术 实习日期：2007—11—13
一 目的和要求：
通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的
去除 给药途径 麻醉 采血和处死等方法。
二 实习内容：
1 实验动物的抓取
2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除
5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉
7实验动物的采血
8 实验动物的处死方法 9 解剖
三 实验的方法
1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食
指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，
即可做其他实验操作作用。
2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，
距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，
左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，
右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。
用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml 以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，
针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。
小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml ／kg ，根据小鼠的体重给药0.25ml 。抓取小
鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻
药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将
小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静
脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏 胃 脾 肾 输尿管 姨 小肠 大肠 膀胱 前
列腺 性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏 心脏 胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏
的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。
四 讨论和结论：
通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除 给
药途径 麻醉 采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。 试验报告（三）
一、试验目的：1。掌握豚鼠、兔、狗的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、编号、
性别鉴定、给药、麻醉、采血、处死的方法。
2．兔子的抓取和固定、被毛的去除、性别的鉴定、给药、采血和处死的方法。
3．犬的抓取和固定、采血的方法。
二、试验对象：豚鼠，兔，犬。
三、试验步骤：（一）：豚鼠：
1． 抓取和固定：先用手掌抓住背部，将手张开，用拇指和食指握住颈部， 再拿起来。
2． 编号：同大鼠。
3． 性别鉴定：雄性生殖孔呈圆形，雌性生殖孔呈椭圆形。
4． 给药、麻醉、采血（无尾静脉采血）、处死同大鼠。
（二）：兔：
1．抓取和固定：当兔子安静下来时，用右手抓住颈部的被毛与皮肤，提起兔，然后用左
手托住其臀部，兔身的重量大部分落在手上。
2．被毛的去除：多采用剪毛法。剪毛部位事先用纱布蘸生理盐水予以湿润，用弯头手术
剪紧贴其皮肤依次将所需部位的被毛剪去。
3．性别的鉴定：将生殖器附近的皮肤拔开，雄性可见一圆形孔，里面露出阴茎；雌性此
处为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形间隙，下端有阴道开口处。
4．给药：(1) 经口灌胃法：灌胃时用一木制的张口器（纺锤状，正中开小孔）横放于上
下鄂之间，用绳固定。这时用左手抓住其嘴，右手将一细导尿管由张口器中央小孔插入，进
入食管和胃。经导尿管缓慢注入5ml 生理盐水。
（2）耳缘静脉注射法：剪去耳缘部被毛，酒精擦拭并轻弹欲注射部位，促进静脉充盈。
然后以左手拇指和食指压住耳根部，右手持注射器，顺血管方向刺入静脉，进针1cm ，有血
液回流后注入生理盐水2ml 。
5．采血：（1）经耳缘静脉采血：进针方法同耳缘静脉注射法。
（2）耳动脉切割采血：剪去耳动脉表面被毛，酒精消毒皮肤。于耳动脉尖端处划破动脉
并采血。
（3）心脏采血：剪去心前区被毛，选取左侧心脏搏动最明显的肋间靠近胸骨缘为穿刺点
（由剑肋角由下往上左侧第三肋间处）。消毒皮肤，左手固定，右手持连有七号针头的注射器
与穿刺点垂直进针。顺利回抽到血液后即可采血。
6．处死：空气栓塞法：同心脏采血法进针到心脏后注入20ml 空气。
（三）：犬：
1．抓取与固定：毕格犬抓取容易。固定也相对容易。捆绑犬时先绑扎犬嘴。绑扎方法：
用绷带从下颌绕到上颌打一结。然后绕向下颌再打一结，最后将蹦带牵引到 头后，在颈顶上
打第三个结。在这个结上在打一个活结。
2．采血：（1）桡侧静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。用胶皮管绑住其
前肢，使静脉充盈。试验者左手托住其前肢，右手持连有7号针头的注射器刺入内侧面皮下
的桡侧静脉。进针1cm 后回抽见血，即可采血。
（2）小隐静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。试验者左手托住其后肢，
右手持连有7号针头的注射器刺入皮下的小隐静脉。进针1cm 后回抽见血，即可采血。
四、试验总结：兔的心脏采血相对难掌握进针点。篇三：动物实验及报告编写要求附模
板
动物实验报告要求
第一部分：动物实验概述 应提供—个动物试验的主要内容提要，该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试
验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、
试验研究动物、诊断及进入研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治
疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准（有效性、安全性）、统计方法、
实验结论（效能结论、安全性结论、结论）及报告日期。该提要应包括表明结果的数字资料，
而不仅仅是文字和p 值。
第二部分：实验内容
（一）动物实验一般资料（动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等）：
（二）动物实验试验方法；
（三）所采用的统计方法及评价方法；
（四）动物实验评价标准；
（五）动物实验试验结果；
（六）动物实验试验中发现的副作用及其处理情况；
（七）动物实验试验效果分析；
（八）动物实验试验验结论； 第三部分：实验
（一）实验名称：要能够明确表达试验内容；
（二）实验目的：要直截了当的说明为什么要进行这个试验，解决什么问题，具有什么
意义；
（三）试验器材：所有仪器、材料应介绍齐全；所用材料、试剂、诱导物对动物有无危
害影响说明。
（四）实验动物的选取（动物种类，性别，体重，年龄，品系，级别，健康状况，动物
来源及其合格证号）；
（五）分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和
重复性（环境因素；理化因素；营养因素；居住因素；同种动物间因素；异种动物间因素）；
（六）动物实验设计与分组（是否符合对照性、一致性、重复性三原则；该试验选取了
什么设计方法，比如单组比较设计、配对比较设计等等；动物随机分组方法应具体描述，如
分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法，切忌不可简单的“随机”二字就带
过）。 第三，实验基本技术的描述，包括：
（一） 实验动物的抓取与固定（哺乳类与非哺乳类动物的方法不同）；
（二） 动物的编号、标记（临时性、半永久性及永久性标记）及去毛（剪毛法、拔毛法、
剃毛法、脱毛法）；
（三） 若该试验中动物需要麻醉，则采用了何种麻醉类型与方法（全身麻醉方法、局部
麻醉方法）以及麻醉药物与麻醉剂用量（挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂），若过量麻醉，复
苏和抢救措施是如何实施的；
（四） 动物的给药途径与方法：根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物
的给药途径与方法；
（五） 动物血液的采集方法（不同部位）；
（六） 动物各种体液的采集方法（不同部位）；
（七） 常见观察指标的测定与检查方法（生理指标测定方法；生化指标测定方法；血液
学指标测定与检查方法；免疫学指标测定方法）；
（八） 受试动物的动物实验检查方法（一般检查内容及方法；系统检查及方法；动物脏
器组织的活检方法）。
第四，实验过程的描述，又分为药物研究的动物试验、免疫研究的动物试验、有关感染
研究的动物试验、有关生殖与胚胎研究的动物试验这几方面。主要从具体试验要求，试验准
备，观察指标以及结果 分析与评价来说明。比如在药物长期毒性观察的动物试验方法中，需要对试验要求、观
察指标和指标检测时间与恢复期观察三方面考虑，又如动物免疫血清的制备方法中，应对试
验准备、免疫程序与效价测定和免疫血清的采集和提纯阐述，再如病毒增殖的动物接种试验
里，应该对病毒增殖的鸡胚接种方法和动物感染病毒的接种方法作一描述。 第五，试验结束后，对试验动物的处理：
（一） 若试验动物在试验过程中未受到大的伤害，则应对其采取福利措施善后处理，这
里就需对处理方法做描述；若产生的伤害使动物及其痛苦，出于人道考虑，应对其采取安乐
死，因此安乐死 的方法应说明；
（二） 若需剖检，应记录剖检的物品准备，尸体的外部检查情况，脏器采出与检查方法，
病理材料的采集和送检方法以及尸体剖检记录。 第六，对动物试验数据的处理和分析结果。 第七，通过该试验，作者还有什么需要值得改进，思考的地方都应说明。 附件：
植入式心脏起搏器产品动物试验 动物试验的基本要求： 动物实验的设计应尽量接近该器械在人体中的预期用途。一般认为犬模型适于用来评价
起搏器。建议植入足够数量的动物／起搏器，以便于得出有效的结论。 建议与起搏器配合使用的电极需选用已经过注册批准的电极导线，如对新起搏器无法获
得批准过的电极导线，则试验时应考虑未经批准的电极导线对试验结果的影响。
二、动物试验的内容
1. 研究目标
⑴ 感知
评价起搏器对心脏信号（r 、p 、t 波和远场信号）及噪声的感知响应 评价长期感知的稳定性
对感知的p 、r 波与电生理分析仪的值进行比较 验证在起搏、遥测过程中感知的准确性 ⑵ 对制造商标称的起搏器功能指标进行评估，并对各功能指标进行动物实验的必要性说
明。例如模式转换、频率适应房室期间（raav ）、起搏、睡眠特性、非竞争性心房起搏、频率
等
⑶ 起搏功能
动物实验结束后，对起搏器的输出与起搏阈值准确性进行检查 如果制造商标称起搏器具有夺获管理功能，应通过诊断趋势评估夺获管理的运行，与手
动测量比较和核查异常中断的原因 ⑷ 电极导线阻抗测量
验证电极导线阻抗测量特性在活体环境中能按照设计运行（例如极性确认、极性配置等） ⑸程控的可靠性
验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性，模拟实际使用的各种参数组合、参数调整 ⑹ 抗干扰试验
验证通讯工具、家用电气、安检系统的干扰 ⑺ 植入物检测
在活体环境下手动验证植入物性能特征 ⑻感染控制
植入过程应按照临床使用要求在无菌环境下实施。对可疑的植入部位的感染应通过对潜
在病原体的培养和鉴定以进行评价 ⑼ 植入位置验证 对植入起搏器的位置的确认可采用x 射线成像术证明
2. 动物选择及试验过程 ⑴ 实验基本条件：
具备外科无菌手术条件，建议采用试验用犬。 ⑵ 模型制备:
建议采用射频消融术、化学消融或外科手术等技术建立犬ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb ）
动物模型，建议每个型号的植入性起搏器实验动物应在9只或以上。以体表心电图和腔内心
电图显示房室分离即视作达到手术终点。两组动物在手术后应用体表心电图和/或holter 随
访观察4 周。
模型稳定性的评价:在手术4周后随访体表心电图仍稳定地表现为ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°
avb ），显示p 、ors 波分离。 ⑶ 起搏器植入方法及时间： 按照人体临床使用的永久性起搏器植入方法进行植入，至少植入8周。 ⑷ 当对已上市的设备增加的新功能进行动物试验时，制造商可根据新增产品功能的具体
实际情况酌情选择试验动物数量，但是其得到的试验结果应能支持其设备新功能的临床安全
有效性。
3. 试验需纪录的电生理指标：
检测起搏器植入即刻及随访1、2、3、4周时以0.5脉宽刺激时的阈值。 起搏参数及监护参数：包括起搏器的电性能指标和起搏模式。 动物的生理指标监测及试验后起搏器外观和植入部位的情况分析。
三、动物试验分析评价及结论 制造商需对取得的动物试验数据进行最终的风险分析及评价，并得出研究结论。在试验
时应对试验动物使用生理参数监护仪，监测动物的生理指标。试验结束后，取出起搏器并对
起搏器外观和植入部位进行分析。动物心脏应被完整切离并检查是否存在任何病变和／或损
伤。提供描述手术前后动物活动情况的摘要。 建议进行以下方面评价，记录、分析检测数据以验证设备的功能、特性、安全性： 感知
评价长期（1个月）感知的稳定性； 对感知的p 、r 波与电生理分析仪的值进行比较； 验证在起搏器起搏、遥测过程中的准确性； 对起搏器具有的特殊功能进行评价。 夺获管理
通过诊断趋势评估心房夺获管理、左右心室夺获管理的运行情况，与手动测量比较、检
查异常的原因。 电极导线阻抗测量 验证长期（1个月）电极导线阻抗趋势的稳定性 验证电极导线测量特性在活体环境中能否按照设计运行。
4.程控的可靠性
验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性, 模拟实际使用的各种参数组合参数调整
5.抗干扰试验
验证通讯工具、家用电器、安检系统等外界干扰的影响程度
6.植入性检测:
在活体环境下用程控仪验证植入物性能特征。
7.感染控制
植入过程中应按照临床使用要求在无菌环境下实施. 对可疑植入部位的感染通过对潜在
病原体的培养和鉴定加以评价.
8.植入部位验证
对起搏器植入部位采用x 射线成像术证明确认. 篇四：小学三年级科学上动物实验报告 实验报告单 实验报告单 实验报告单 实验报告单 篇五：动物实验报告 动物实验（小鼠）的一般操作技术
一 目的和要求：
通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的
去除 给药途径 麻醉 采血和处死等方法。
二 实验内容：
1 实验动物的抓取
2 实验动物性别、发情和配种的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除术
5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉
7实验动物的采血
8 实验动物的处死方法 9 雄性不育小鼠的制备
三 实验的方法
1 小鼠的抓取：
抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳
和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验
操作作用。 2 实验动物性别、发情和配种的鉴定： 1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离性别鉴定：
○
近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛 2 动物仰卧保定，观察乳头。雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。 小沟。○ 发情鉴定（阴道分泌物检查） 材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠 原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道
膜发生典型的变化。
操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小
鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul 生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。
2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液
器吸头将其均匀涂抹开。 3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。 4. 待其干燥后，
先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干
燥，待检。 5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。 附：小鼠发情周期阴道细胞的
变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后
2～3小时。 配种鉴定：○1 阴道栓法
○2 涂片检查法。 3 小鼠编号的标记方法： 用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢
为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜
色可以染到99。
4 小鼠被毛去除：
给药途径和方法： 有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃
针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml 以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过
食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：
麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部
麻醉的方法。用戊巴比妥钠40mg ／kg ，根据小鼠的体重给药。抓取小鼠后，使针头和腹部成
30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去
知觉。
7 小鼠的采血的方法：
有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露
出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，
也可用细注射器从尾静脉采血。
8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 雄性不育小鼠的制备 结扎雄鼠的手术技术，包括麻醉、手术、缝合和术后观察等。
1、雄鼠的麻醉：戊巴比妥钠，以40ml/kg腹腔注射。
2、雄鼠输精管的结扎
1）适合的雄鼠应在6周以上。术前和术后都应注意保持温度，尤其是术后腹部道口散热
严重。
2）称重麻醉
3）腹部消毒：用70％ 的酒精消毒腹部手术部位。
4）剪毛如果鼠毛多，可沿腹中线剪毛。
5）切开皮肤：用钝镊子夹起皮肤，使之离开腹壁。沿腹中线在适当位置开口。注意，要
保持剪子向上抬起。
6）切开体壁：用小镊子夹住体壁，提起，使之离开肠管。再用眼科剪子在腹中线轻轻剪
1厘米长的切口。注意不要触伤下面的肠管。
7）找到睾丸的的白色脂肪垫，把一侧睾丸从阴囊推入腹腔。用小镊子夹住腹壁切口一缘，
找到附于睾丸的白色脂肪垫（体）。
8）取出睾丸，用钝镊子夹住脂肪体，将其轻轻拉出切口，继之睾丸、输精管等也被拉出。
不能直接触及或操作睾丸，只能通过操作脂肪体使睾丸移动和定位。
9）结扎输精管：仔细辨认睾丸和附睾，将附睾尾下方的输精管用小镊子夹起，用缝合线
在夹起的输精管段的两端结扎，然后在两个结扎部的中间区域剪断。（也可用灼热的小镊子烧
断输精管，或者去掉一段输精管）。
10）复位：结扎完后，轻轻牵动脂肪体，使睾丸等复回腹腔。按上述方法结扎另一侧输
精管。
11）缝合：外科手术缝合刀口，撒上适量抗生素。术后护理：手术后的雄鼠要认真护理，
提高环境温度。
范文五：动物实验报告
韩山师范学院地理科学专业_ _ 植物地理学_____________课实验报告
班级_20092711______________ 学号____2009172103___ ______ 姓名_____王卫明_ ________ 同组________________________ 实验日期___2010-10-20______ ___ 实验地点____韩山师范学院的动物标本馆_____________________ 天气状况___晴______________________ 气候类型_____亚热带季风气候____________________ 教师______陈蔚辉_________________ 评分______________________
实验二 动物标本观察与种类识别
一、实验目的
为了了解动物的种类以及它们的分布情况
二、实验方法
参观标本馆 上网查阅资料
三、实验结果
韩山师范学院标本馆常见动物及其地理分布一览表 序号 类别 种名 俗名 分布 备注 1 鸟纲 企鹅 南半球 2 鸟纲 绿孔雀 东南亚 国家一
级保护
动物 3 雀形目风极乐鸟 巴布亚新几内亚
鸟科
4 鸟纲 葵花鹦 澳大利亚
鹉
1
5 鸟纲 蓝孔雀 印度和斯里兰卡 6 鸟纲 澳洲鸵 澳大利亚
鸟
7 爬行纲 扬子鳄 中国 国家一
级保护
动物 8 鹿科 梅花鹿 鹿 东亚 国家一
级保护
动物 9 猫科 猞狮 猞猁 中国、中欧 10 猫科 兔狲 亚洲中部地带向东至西
伯利亚
11 猫科 丛林猫 狸猫 云南 西藏 12 猫科 狸猫 豹猫 蒙古 四川等 13 犬科 狐 狐狸 中国大陆 14 猫科 豹 亚洲 非洲等 15 犬科 狼 世界各地 16 猫科 金猫 原猫 中国东南 西南等 17 猫科 雪豹 印度 中国等地 国家一
级保护
动物 18 猫科 美洲豹 美洲虎 墨西哥 中美洲 19 猫科 云豹 亚洲东南部 20 猫科 猎豹 印度豹 非洲 亚洲 21 猫科 金钱豹 豹子 世界各地 22 猫科 黑豹 亚洲南部 非洲等 23 熊科 黑熊 月熊 亚洲 美洲 国家二
级保护
动物
2
24 浣熊科 浣熊 北美洲 25 熊科 马来熊 狗熊 东南亚 26 鹿科 獐 香獐 中国东部 朝鲜 27 犬科 北极狐 白狐 欧洲北部 北美等 28 熊科 北极熊 白熊 北极 29 牛科 黄羊 蒙古 中国等 30 雉科 白孔雀 印度 斯里兰卡 31 牛科 青羊 山羊 东北 华北 32 旗鱼科 旗鱼 芭蕉鱼 太平洋热带 33 海龟科 玳瑁 南海 黄海 34 海鳗科 海鳗 非洲东部 印度洋等 35 雉科 竹鸡 长江以南 36 鹰科 苍鹰 鹰 北美洲 欧亚大陆 37 夜鹰目夜夜鹰 欧洲 亚洲等
鹰科
38 鹰科 金雕 北半球 国家一
级保护
动物 39 鹰科 林雕 印度 斯里兰卡等 40 鹦鹉科 虎皮鹦 澳大利亚等
鹉
41 骆驼科 骆驼 索马里 印度等 42 鼍科 扬子鳄 长江中下游 43 眼镜蛇科 银环蛇 白节黑 中国 44 眼镜蛇科 眼镜蛇 亚洲 非洲的热带地区 45 蝰蛇科 尖吻蝮 五步蛇 亚洲 东南亚 46 灰蝶科 红灰蝶 欧洲 非洲 47 灰蝶科 黑灰蝶 北京 河南等 48 青灰蝶科 青灰蝶 中国
3
49 海豹科 海豹 世界各大洋 50 海狮科 海狮 北太平洋 国家二
级保护
动物 51 鳞鲤科 穿山甲 江苏 浙江等 国家二
级保护
动物
四、心得体会
通过这次参观～让我了解到许多种动物。有些动物在此之前从未见过～也没有听说过这些名字～但在参观的过程中～我了解到关于很多动物的种类～俗名～以及它们属于哪一类的动物～以及它们在世界的分布情况。让我对动物有了更深一步的认识。
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